Лабораторные исследования клинического материала от кошек на хламидийные инфекции

Хламидиоз среди мелких домашних животных — достаточно распространённое заболевание, которое наиболее часто встречается у кошек. Заболевание может протекать без проявления основных клинических признаков, в скрытой форме с достаточно длительным персистированием возбудителя в организме животного, что создаёт благоприятные условия для поддержания интенсивности эпизоотического процесса.

Длительное бессимптомное течение и неспецифические симптомы заболевания затрудняют клиническую диагностику хламидиоза. Не всегда эффективны и традиционные иммунохи-мические или серологические методы анализа, т.к. хламидийная инфекция часто вызывает «неясный» иммунный ответ. Дороговизна, длительность и трудоемкость выделения возбудителя на куриных эмбрионах и в культурах клеток существенно затрудняют его использование в лабораторной диагностике, в частности в небольших ветеринарных клиниках и кабинетах.

Целью этого исследования было установить наличие циркулирующего эпизоотического процесса хламидиоза кошек.



Материалы и методы
Исследования проводили на базе ветеринарной клиники ЗАО «Айболит» г. Тюмени. В работе было использовано 117 кошек, поступивших в ветеринарную клинику с симптомами острого конъюнктивита в период с июня по октябрь 2007 года, среди всех поступивших кошек была зарегистрирована различная патология. В качестве диагностического теста использовали «Набор флуоресцирующих иммуноглобулинов и контрольных сывороток для диагностики хламидиозов», производства «ФЦТРБ-ВНИВИ» г.Казань.

Световую микроскопию производили с помощью светового микроскопа БИОЛАБ (Россия). С целью визуального обнаружения элементарных и ретикулярных телец хламидии, мазки-отпечатки с конъюнктивы глаза и тканей окрашивали по модифицированному методу Стемпа и Грамму. В качестве достоверности и подтверждения полученных результатов осуществляли постановку биологической пробы на лабораторных белых мышах.


Результаты исследований
В результате проведенных исследований по индикации хламидии в клиническом материале, полученном от 117 кошек, поступивших в клинику, в РИФ положительный результат был установлен у 36 кошек (42,1%). Параллельно с РИФ мазки-отпечатки из конъюнктивы, реагировавшие в РИФ, окрашивали по модифицированному методу Стемпа. Из 36 (42,1%) кошек, реагировавших ранее в реакции иммунофлуоресценции, при окраске по Стемпу хламидии обнаружили только у 14 (16,3%) кошек с симптомами острого конъюнктивита. Расхождения по результатам РИФ и световой микроскопии связано, скорее всего, с тем, что при световой микроскопии хламидии можно обнаружить только при их значительном количестве в клиническом материале — такое на практике бывает крайне редко.

Кроме того, положительные результаты люминесцентной микроскопии иногда могут быть обусловлены одной или несколькими причинами:
—ложноположительные результаты РИФ;
—субъективность оценки результатов РИФ;
—    наличие у рептилий хламидий разных видов, которые не дают амплификацию специфичных фрагментов ДНК при использовании указанной выше тест-системы;
—    погрешности при взятии и первичной обработке проб для ПНР;
—    другие причины.


У остальных кошек при световой микроскопии мазков-отпечатков элементарные тельца хламидии обнаружены не были. Интересен и тот факт, что у животных, которые наблюдались в клинике с разнообразной патологией (без признаков конъюнктивита), при световой и люминесцентной микроскопии также выявлялись элементарные тельца и антиген хламидии соответственно, что может свидетельствовать об этиологической роли хламидии при различной патологии у кошек.

На основании результатов световой и люминесцентной микроскопии для подтверждения хламидийной этиологии заболеваний у кошек была проведена биопроба на белых мышах. При постановке биологической пробы в качестве первичного инфекционного материала для заражения служили смывы с конъюнктивы. Были приготовлены суспензии, которые были обработаны антибиотиками, индеферентными в отношении хламидий. Заражение белых мышей производили интраназально и в брюшную полость по общепринятой методике, всего было заражено 25 мышей. В течение 15 дней после заражения гибели лабораторных животных не наблюдали. Спустя этот срок все белые мыши были убиты. Из органов и тканей белых мышей были приготовлены мазки-отпечатки и суспензии для заражения. При световой микроскопии в мазках-отпечатках, сделанных из органов и тканей вынужденно убитых белых мышей, было обнаружено незначительное количество элементарных (окраска по модифицированному методу Стемпа) и ретикулярных телец (окраска по Грамму) хламидий.

Во втором пассаже также было использовано 25 белых мышей (интраназально и внутрибрюшинно). Гибель белых мышей во втором пассаже отмечалась на 8-10 день, при окраске мазков-отпечатков, полученных из паренхиматозных органов павших животных, были обнаружены и идентифицированы морфологические структуры хламидий.


Заключение
Таким образом, при мониторинге кошек, поступивших в ветеринарную клинику с симптомами острого конъюнктивита, вызванного хламидиозом, морфологические структуры и антиген возбудителя были обнаружены у 16,3% исследованных кошек. Все исследования подтверждены биологической пробой на белых мышах. Нашими исследованиями доказана циркуляция возбудителя хламидиоза у кошек в г.Тюмени.


И. X. Бакиров, Р. X. Равилов,
ФГОУ БПО «Казанская государственная академия ветеринарной медицины»

Просмотров: 1528

стерилизация кошки стационар